星赛生物助力山东科技大学等解锁安赛蜜微生物矿化新机制

2026.08.18

Water Res

近日，山东科技大学、美国罗格斯大学、中国科学院青岛生物能源与过程研究所、山东师范大学等多家单位，利用星赛生物的单细胞拉曼光镊分选仪RACS-Seq / 拉曼微流单细胞分选仪RAMS，采用重水标记单细胞拉曼光谱（D₂O‑RACS）技术从污水处理厂活性污泥中分离得到安赛蜜降解菌 Shinella sp. strain KJ01。研究无需繁琐的传统富集筛选，依靠重水标记产生的 C‑D 特征拉曼信号识别原位具有安赛蜜代谢活性的单细胞，结合多组学、体内外酶活实验、宏基因组调查完整解析安赛蜜的水解矿化通路与关键功能基因 atsA 的全球分布特征，为理解新型微污染物的环境归趋提供重要参考。相关研究发表于环境领域顶刊 Water Res《水研究》。

饮料、零食中广泛添加的人工甜味剂安赛蜜，进入人体后几乎不被代谢，绝大部分随生活污水进入水环境。过去很长一段时间，安赛蜜被认为具有很强的环境持久性，常作为污水污染示踪标志物。它广泛分布于地表水、地下水，还会对水生生物产生生态毒性；常规氧化处理工艺甚至会生成毒性更高的转化产物，如何实现安赛蜜彻底矿化，一直是环境领域关注的热点问题。

低丰度降解菌，传统筛选 “捉不到”

想要解析安赛蜜的生物降解过程，首要挑战是从成分复杂的活性污泥中，分离得到真正具备安赛蜜代谢能力的微生物。

这类功能菌在污泥中丰度很低，传统富集‑筛选的方式耗时久，经过多代传代后，还容易丢失在原位环境真正具备代谢活性的菌株。

本研究采用 D₂O‑RACS 技术开展功能单细胞的识别与分离，依托星赛生物 RACS‑Seq / RAMS 完成功能单细胞的识别与分选工作。

Fig. 1. 基于 D₂O‑RACS 技术对安赛蜜降解微生物开展靶向单细胞分选。(a) D₂O‑RACS 技术工作流程；(b) 饥饿培养后，添加安赛蜜前后污泥微生物群落的典型 C‑D 特征拉曼信号；(c) 24 株分选得到的微生物的培养情况；(d) 原始污泥样本（左）、分选菌株（右）在安赛蜜培养基生长后的微生物群落组成

重水培养体系下，能够代谢安赛蜜的微生物会将氘整合进细胞，产生特征 C‑D 拉曼信号；仪器基于该特征信号识别目标单细胞，结合光镊分选与 scRACS‑Culture 单细胞培养方案，在 2‑3 周内成功获得目标降解菌株 Shinella sp. strain KJ01。

Fig. 2. Shinella sp. KJ01 的基因组分类地位及其安赛蜜降解特性。(a) KJ01 菌株的基因组系统发育定位，已报道的安赛蜜降解菌株加粗标注；(b) KJ01 与近缘 Shinella 菌株之间基于平均核苷酸一致性（ANI）、平均氨基酸一致性（AAI）的基因组亲缘关系；(c) KJ01 菌株细胞形态；(d) KJ01 介导的安赛蜜生物降解动力学；(e) KJ01 对安赛蜜的矿化能力评价；(f) 发光细菌毒性测试表征安赛蜜降解过程的毒性变化

机制破译：水解主导安赛蜜降解，找到开环关键酶

团获得功能菌株之后，研究团队开展了系统的机制解析工作。

1. 证实菌株矿化能力，解析多条转化路径

借助总有机碳、二氧化碳生成量检测，证实该菌株可对安赛蜜实现大幅度矿化；
通过超高效液相色谱‑高分辨质谱对安赛蜜降解过程中全部转化产物进行追踪，共识别 8 种转化产物（含 5 种新产物）；明确水解是安赛蜜降解的主要途径，同时存在少量单加氧、双加氧的次要副反应。

Fig. 3. Shinella sp. KJ01 降解安赛蜜过程中，转化产物动态变化及推测代谢通路。(a‑d) 安赛蜜降解过程中 TP179、TP59、TP95 及其他瞬时中间产物的峰面积变化；(e) KJ01 菌株的安赛蜜推测转化通路

2. 双重实验验证，锁定开环核心功能酶 AtsA

结合转录组、蛋白质组多组学分析，锁定关键功能基因 atsA，编码甲酰甘氨酸依赖型芳基磺酶 AtsA。

Fig. 4. Shinella sp. strain KJ01 降解安赛蜜的转录组‑蛋白质组联合响应分析。(a、b) 以安赛蜜降解前的零时刻为基线，差异表达基因与差异蛋白的火山图；(c、d) 上调差异基因与上调差异蛋白的 KEGG 通路富集分析；(e、f) 参与安赛蜜降解的关键候选基因的转录本水平及其对应蛋白的表达丰度

研究进一步通过体内异源表达、体外纯酶实验双重验证：AtsA 负责催化安赛蜜环状结构的初始水解开环，生成乙酰乙酰胺‑N‑磺酸，开启后续的代谢通路，最终底物碳可进入三羧酸循环生成二氧化碳。降解过程中体系生物毒性逐步下降，没有高毒有机转化产物持续累积。

Fig. 5. 参与安赛蜜降解的芳基磺水解酶 AtsA 的功能验证与机制分析。(a) 携带不同重组质粒的大肠杆菌 BL21 菌株对安赛蜜的体内转化效果；(b) 纯化 AtsA 蛋白的体外安赛蜜降解实验；(c) AtsA 催化反应组与无酶对照组的安赛蜜峰强度对比；(d) AtsA 催化生成转化产物的鉴定结果；(e) AtsA 蛋白表达及纯化情况；(f) KJ01 菌株中，AtsA 启动安赛蜜转化后耦合中心碳代谢与电子传递链的整合代谢模型

全球视角：污染压力驱动降解基因的生态富集

研究还对全球上千座污水处理厂宏基因组数据集进行分析，发现 atsA 基因在世界各地污水系统广泛分布；基因丰度和区域安赛蜜污染负荷呈显著正相关。

Fig. 6. atsA 功能基因在全球污水处理系统中的分布。气泡大小代表 SRA 数据库 1180 个污水厂宏基因组样本中 atsA 基因的 RPKM 丰度

这一现象说明，在人工甜味剂长期排放的胁迫下，污水系统的微生物群落会定向富集携带 atsA 的菌群，展现出微生物对人为污染物的环境适应性演化。

技术底层：国产拉曼平台赋能环境微生物前沿研究

传统的功能微生物筛选多依赖富集培养手段，面对活性污泥等复杂环境样本，容易遗漏环境中原位具备代谢活性的低丰度功能菌株。

星赛生物拉曼组技术平台支持非标记、低损伤的单细胞分析与分选，结合重水拉曼组技术，可直接读取单细胞层面的原位代谢活性，建立起识别代谢表型‑分选目标单细胞‑对接培养或多组学解析的技术工作流，适用于环境样本中微量有机污染物降解菌、土著功能微生物的挖掘研究。

该平台无需荧光染色，分选过程可较好保留细胞生理活性，既能够对接 scRACS‑Culture 完成单细胞纯培养，也可衔接基因组、转录组、蛋白质组检测，帮助科研人员建立单细胞代谢表型与基因型之间的关联。目前该设备已在土壤、水体、污泥等多种环境微生物研究场景得到应用，支撑多项相关研究成果发表。

全球协作赋能，助力iMAPS计划拓展研究范式
当前，单细胞原位代谢图谱科学计划（iMAPS；www.iMAPS.info）正在全球建设 100 余个微生物组代谢功能探测节点，旨在规模化、系统性地产出海量拉曼组 / 元拉曼组大数据，构建原位功能菌种库。
本研究是 iMAPS 五大板块中环境领域的标杆应用范例，面向市政污水系统中人工甜味剂等新型微污染物的微生物降解机制解析、低丰度功能降解菌挖掘、污染胁迫下菌群适应性演化评估等行业核心需求，为复杂活性污泥体系下基于 D₂O‑RACS 的原位单细胞代谢表征、降解功能靶向分选、菌株‑酶‑生态多尺度联动解析建立了可复用、可规模化推广的标准化研究范式，充分展现拉曼组学技术在新型微污染物环境归趋解析、污水生物处理机制研究、水环境降解微生物资源深度开发中的巨大应用潜力。

该研究完整构建了从功能微生物分离、降解通路解析、关键酶功能验证到全球生态分布评估的研究方案。D₂O‑RACS 技术体系，为复杂环境样本中低丰度功能微生物的挖掘，提供了区别于传统培养的新路径；星赛生物的拉曼组技术平台承担了其中单细胞识别、分选的实验环节，助力获取原位具备安赛蜜代谢活性的目标菌株。这项成果也提示，污水系统中的微生物，可在污染物长期胁迫下演化出针对持久性人工化学品的降解能力，为后续污水中人工甜味剂的生物调控与修复策略，提供理论依据。

星赛生物持续深耕拉曼组学与单细胞拉曼分析/分选装备研发，面向水处理、环境微生物、土壤修复、合成生物等科研及应用场景，可为高校、科研院所、环保研发机构提供标准化仪器平台、配套数据分析方案与全套单细胞实验技术支撑，助力挖掘环境降解功能微生物、解析复杂菌群代谢机制。欢迎环境科研团队、污水工艺研发单位开展技术交流与产学研合作，共同推进新型微污染物生物管控、水环境微生物研究技术的迭代发展。